15分钟内对液体样品中的蛋白进行提取浓缩，或脱盐、脱去垢剂、脱还原剂等。适用于各种液体样品(10µl～1L)，如蛋白溶液、胞浆胞核蛋白提取液、细胞或微生物培养基上清液、血液、尿液、脑脊液等各种体液；也适于从细胞悬液提取总蛋白。蛋白回收率95-100%，远高于经典的丙酮或三氯醋酸沉淀法，且可有效去除样品中的脂质，不影响后续SDS-PAGE和Western Blot等生物实验。可用1.5ml离心管微量提取也可大规模制备，简便高效。
组成和保存: 浓缩试剂50ml，适用100x 100ml次浓缩提取。室温保存。
浓缩试剂200ml，适用40x 1 ml次浓缩提取。室温保存。
适用样品：1. 液体样品如蛋白溶液、胞浆胞核蛋白提取液、细胞或微生物培养基上清液、血液、尿液、脑脊液等各种体液。2. 原代或传代细胞悬液，可按液体方式提取总蛋白
蛋白提取程序
微量提取加样量及比例 液体蛋白样品 (ml) 10 100 150
提取缓冲液 (ml) 50 500 750
H2O (ml) 30 300 450
1. 每100ml液体蛋白样品，按比例加5倍体积(500ml)提取缓冲液。振荡混匀。室温静置3分钟。蛋白浓度较高时，很快发生凝集导致溶液混浊。
2. 10,000g 4℃离心3分钟。蛋白浓度较高时可省略此步骤。
3. 打开管口，加入3倍体积(300 ml)的纯水，振荡混匀。
4. 10,000g 4℃离心3分钟。溶液分为两相。蛋白在两相中间，浓度高时会形成薄膜状或沉淀于管底；浓度低时则肉眼难以看到。
5. 小心吸取上层相，弃去。注意应该保留一定量的上层相，以免吸走中间相的蛋白膜。
6. 加入500 ml 纯乙醇，振荡洗涤沉淀。10,000g 4℃离心2分钟。弃上清，再次瞬时离心数秒并吸去管内液体。勿触动管底的蛋白沉淀(量少时沉淀不可见)。
7. 敞开管口，空气自然干燥。
8. 根据样品蛋白初始浓度，加适量双蒸水或用含2 %SDS的凝胶上样缓冲液，95℃煮5分钟溶解蛋白沉淀。
注意
1. 可室温操作。1 mg/ml总蛋白可被有效沉淀，更低浓度的蛋白可加入白蛋白做载体帮助沉淀。有效去除液体样品中的盐(1M)、还原剂(1%巯基乙醇或DTT)、去垢剂(5%SDS、1% Triton X-100、1% NP-40、油脂等。如果上述成分浓度过高，用水稀释后进行提取。干燥蛋白沉淀可4℃或－20℃长期保存。
2. 血浆蛋白或疏水蛋白溶解较慢，反复数次95℃煮并加以－20℃冻融可助溶。必要时4℃溶解过夜，或用2% SDS溶解沉淀，95℃煮，然后离心去除不溶解物。
3. 如定量蛋白应使用不含溴酚兰的凝胶上样缓冲液溶解沉淀，蛋白定量后再加入溴酚兰。
4. 提取培养细胞总蛋白：用蒸馏水或1% SDS制备一定体积的细胞悬液，振荡裂解细胞，然后执行上述液体样品蛋白提取程序。
5. 实体组织的蛋白提取可使用P1250实体组织和细胞蛋白抽提试剂盒。
6. 提取试剂有刺激性，一旦接触立即用水清洗。
